안녕하세요.   관련 배경이 없는 상태에서 methylation data를 해석해보려니 어려움이 있어 글 올려봅니다.    현재, 혈액 샘플에서  gDNA추출 후 bisulphite, PCR, 시퀀싱 (2 colony) 처리하여 특정 target region의 시퀀스 2개에 대한 메틸화 수치 값을 뽑은 상태입니다.   여기서 메틸화 수치를 해석할 때, 2개의 colony에서 뽑힌 각각의 메틸화 수치는 평균을 내야 하는지요 아니면 별도의 데이터로 보아야 할지요? 처음엔 두 colony의 메틸화 수치를 평균 내야하는 것이 맞겠다고 생각했었는데,샘플 n수가 적어서 걱정하고 있던 차에 colony를 최소한 3개 이상으로 늘려서 재분석해보라는 답변을 받아서 (blood sample이 1 botttle씩 더 남아있는 상황입니다.) 평균값을 사용하는 것이 잘못된 것인지 의문이 들었습니다.    매우 초보적인 질문이지만 답변 주시면 감사하겠습니다.  

사진은 플라스미드 추출 후 전기영동한 사진입니다. 맨 끝에는 농도가 다른 bp이고, 가운데는 pGLO로 끌어낸 gm109입니다. bp가 10000보다 위에 놓여서 결과가 나왔는데 이는 플라스미드 크기가 크다는 의미인가요?

enzyme 처리 할때 엔자임, 버퍼, dw 를 mixture를 만들어서 넣는거랑 따로 따로 넣는거랑 차이가 있을까요?

아래 첨부 파일은 pGLO 플라스미드를 전기영동해서 추출한 결과입니다. bp가 10000보다 조금 위에 위치해서 결과가 나왔는데 이는 플라스미드 크기가 크다는 의미인가요? 그렇다면 제한효소 처리 후 다시 확인해보면 되나요?

유전자 ki/ko을 통하여 동반되는 세포내 변화들을 살펴보려하는게 목적인데요. Crispr/cas9 으로 유전자 조작하여 stable cell line 을 만들어주는 회사를 찾았습니다. 그런데 100% clone 을 만드는 경우와 약 70-80%efficiency 를 가진 pool 을 만드는 방법 2가지가 있다고 합니다. 당연히 100% clone 을 가지고 있는게 유리하겠지만 가격 면에서 2배이상 차이가 나서 고민스럽습니다. Pool 로 만들어진걸로 실헝 해도 해당 유전자 발현 여부로 가지고 RNA sequencing 이나 whole exome sequencing, proteomics 분석까지 문제 없이 할수 있을까요 ㅠ. 많은 고견 부탁드립니다..

안녕하세요, 전기영동 실험을 처음 해보는 대학생 입니다. 플라스미드 추출 후 제한효소를 이용하여 DNA 절단을 하였는데 대조군으로 사용한 pQE60-GBP plasmid를 EcoR1으로 one cut을 하였는데 2개의 band가 보입니다... 왜 이런 것인가요...?? 또한 여기엔 제한효소로 EcoR1을 사용하였는데 이것 말고도 EcoR5와 같은 다른 제한효소도 있다고 하더라구요. 혹시 EcoR1말고 다른 제한효소를 사용하여 확인하는 방법도 어떤 것이 있나요??

안녕하세요 E. coli LB sub-culture 에 대해서 질문이 있습니다 두가지 균주가 혼합된 스톡을 분리하려고 합니다 1. 항생제 저항성 유전자(cmR)가 plasmid (정확히 phage origin)로 존재하는 균주  2. 항생제저항성 유전자가 genome 상에 integration 되어 있고 2번의 plasmid 가 같이 존재하는 균주  이때 각각 LB와 LCm(LB+chloramphenicol) liquid 배지에서 여러번 dilution 해서 키워봤으나 항생제 저항성유전자가 integration 된 균주는 growth가 느리기 때문에  LB dilution 시 1번의 균주에서 plasmid 가 빠진 wild type 균주가 분리되고 LCm dilution 시 1번균주가 분리되는 현상이 일어납니다 또한, phage origin 이기 때문에 single colony 가 단일 genotype 이라고 단정지을 수 없는 문제가 있습니다   LB 와 LCm 을 번갈아 가면서 키우면 효과가 있을가요? 아니면 다른 효과적인 방법이 있다면 알려주시면 감사하겠습니다  

gene level에서 특정 유전자의 overexpression 과 knock-out 된 세포주의 effect 를 비교 분석하고자 합니다. gene level에서 특이 유전자를 overexpression 또는 knock-out을 시키켜 효과를 비교하려면, CRISPR/Cas9 system 으로 해도 문제 없을까요? 염두해야할 주의사항 이나 limitation은 어떤게 있을까요? 아니면 기존의 cDNA sequence insertion (vector) 으로만 하는게 좋을까요? 도움을 주시면 너무 감사하겠습니다 ㅠㅠ

저희가 특정 DNA/RNA를 검출 하려고하는데요. 전기영동으로 사이즈 확인이 아닌, 형광현미경으로 특정 핵산의 검출을 하고 싶은데요. 어떤 방법이 있는지 궁금합니다.

1 OD 흡광도에서 dsDNA 농도가 50, ssDNA가 38이라는 것은 이론적으로 아는데 ssDNA가 dsDNA의 농도의 두 배가 되지 않는 이유가 무엇인가요?

  안녕하세요? 저는 실험을 배우고 있는 학부연구생입니다. 박테리아 유전자 KO 실험을 진행하려고 하는데 이런 종류의 실험이 아예 처음이라 조언을 얻고자 질문을 올리게 되었습니다.  E.coli strain의 gene 하나를 KO하려고 하는데요.  저희 실험실이 단백질 관련 연구실이라 원래 유전체 편집 실험을 아예 하지 않아 굉장히 생소하고 가능할까 생각이 듭니다. 질문은,,  homologous recombination 실험을 통해서 원하는 유전자 하나만 깔끔하게 KO 시키는 것이 가능한지 궁금합니다.  그리고 이외에 또 추천하시는 다른 실험 방법이 있는지도 궁금합니다. 

gene level에서 특정 유전자의 overexpression 과 knock-out 된 세포주의 effect 를 비교 분석하고자 합니다.  이를 위해 비교로 사용 할 control 이 중요할 텐데요... gene level에서 특이 유전자를 overexpression 또는 knock-out을 시킨다면,  비교하기 위해 DNA 에다가 처리를 한 control이 있어야만 비교가 되는것인가요?  아니면 DNA에 아무런 처리없이 원 세포주를 control 로 삼아도 정당한 비교가 될까요?   도움을 주시면 너무 감사하겠습니다 ㅠㅠ

Comp가 실험실에 없어서 면봉을 넣고 굳혀서 동그란 형태의 홈을 만들려고 하는데 동그한다고 실험 결과가 바뀌거나 하진 않겠죠?

실험 문의는 아니고 DNA 복구 기작에서 궁금한점이 있습니다. DNA 복구 기작중 뉴클레오티드 절제 복구, 광분해 복구, 염기 절제 복구가 있는 것으로 알고 있습니다. 인간의 경우는 광분해 복구는 안일어나는 것으로 압니다만 세균에서는 셋 다 일어나는 것으로 압니다. 세균에서 그리고 인간에서 어떤 경우에 각각의 복구 기작이 일어나는지 궁금합니다. 예를 들어 DNA에 존재하는 유라실의 제거 복구에는 염기 절제 복구가 일어 나는 것으로 알고 있는데, 이때 뉴클레오티드 절제 복구가 일어날 수는 없는지 말입니다 그리고 뉴클레오티드 복구 기작에서도 염기 절제 복구에서도 인산 다이에스터 결합을 끊는거로 아는데 이는 공통된 특징인지요    

안녕하세요. 요새 T cell line을 가지고 실험중입니다. CRISPR/cas9으로 특정 유전자를 KO한 후 ELISA로 해당 유전자가 조절하는 단백질을 정량하고자 했는데 오히려 더 많이 나오더라고요. 제가 보유하고 있는 sgRNA와 cas9는 HEK293T에서 90%이상의 indel이 발생함을 확인했습니다. 물론 T cell에서 도입 효율이 떨어지겠지만 단백질양이 증가하는 것이 이해가 안됩니다. 혹시 이런 경우도 있나요?  그게 아니라면 prep 문제려나요 ㅠ 도움부탁드립니다.

  안녕하세요. 비전공자입니다. pcr 진행 후 전기영동을 진행하는데 로딩다이 끌림이 발생해서 바꿀려고 합니다. 혹시 브랜드마다 차이가 있을까요?   현재 바이오팩트 100bp 로딩다이를 이용하고 있습니다.