안녕하세요. 선배님들 이번에 NASH 동물모델 실험을 디자인해야하는데,  질문 1. NASH 모델에서는 지방간도 보지만 간에서 Fibrosis를 확인하고 싶은데 fibrosis를 확인 할 수 있는 염색법이 있을까요??   바쁘신 와중에 정보공유를 위해 답변을 달아주시는 선배님들께  항상 감사합니다.    

마우스 뼈조직 염색을 처음 시도하는데요. 자료를 찾아보니,  decalcification, fixing을 동시에 하는 제품을 파는데 (Sigma, Fisher 등) acid base 이더라구요.   이게 나을지,  아니면, neutal buffered formalin 으로 고정 후, EDTA base solution (Formical-2000 decalcification solution, StatLab)으로 decalcification 하는 것이 더 염색이 잘 될지요? acid 보다 EDTA에서 염색이 덜 빨갛게 나온다고 하여 고민중입니다.  setting 전에 조언 듣고 싶어 글 올립니다. 감사합니다.

안녕하세요. 대장암 모델을 연구하고 있는데, 처음이다 보니 다른 연구자 분들의 의견이 듣고 싶어 질문하게 되었습니다.   제가 AOM/DSS 로 유도된 마우스를 희생하여 조직병리와 단백질 분석을 수행하려고 합니다. 대장 위치 proximal, mid, distal colon에 따라 단백질 분석 결과가 달라지는지 궁금합니다. 대장암 모델은 처음이라,, 조직병리는 암 발생이 가장 많이 된 부위를 분석하면 될 것 같은데, 단백질은 확신이 들지 않네요. 의견 부탁 드립니다. 감사합니다.

안녕하세요 :-)  동물실험을 처음 해보는 학부 실험생입니다.. ㅜㅜ  지금 간 조직 H&E 염색을 진행하고 현미경으로 사진찍고 분석을 하려고 합니다. 여러 논문을 보고 혼자 공부하고 있는데 도저히 모르겠어서 브릭 선생님들께 여쭤봅니다ㅎㅎ 1. 간은 중심정맥을 기준으로 현미경 사진을 찍는 것으로 알고있는데 만약 중심정맥을 찾지 못하면 다른 부위로 해도 괜찮을까요?  2. 선행논문에서 무작위로 찍었다라는 말은 중심정맥을 기준으로 20x로 찍은 뒤 그 사진에서 무작위로 40x로 찍어야 된다는 말일까요?  3. 제가 이번 실험에서 보고싶은 건 간의 지방의 정도,, 염증을 보고 싶은데요!! 지방과 염증이 어느정도 나타났다 것을 다른 기준 없이 쥐들만 비교하면 되나요? suzuki score나 NAS score를 기준으로 분석하는 건가용?  4. 혹시 도움이 될만한 논문이 있을까요... ?    질문이 너무 두서없는 걸까봐 걱정이네요,,,  많은 가르침 주시면 감사하겠습니다!!  모두모두 새해 복 많이 받으세요 :-) 

arthritis 연구를 위해 mouse paw H&E를 해야 하는데요.   이를 위해 Sigma 사의 decalcification solution lite도 써보고 10%와 20% EDTA Solution도 써보고 10% formic acid도 써봤습니다. (총 7일부터 14, 21일 동안 decalcifying해봤으나, 전부 딱딱해 paraffin section에 실패함, 2~3일에 1번씩 용액 교체함)   아무 것도 mouse paw를 탈회시키지 못 하네요 ㅠㅠ... joint는 성공했는데 paw가 문제입니다.   아니면 paw dissect에 문제가 있던 걸까요?? 따로 방법이 있을까요? 저는 발톱을 자르고 발 전체의 skin을 벗겨냅니다.  근육이 일부 남아있는 상태에서 탈회를 시키는데, 근육을 완벽히 벗겨내야 할까요? 근육을 제거하면 염증 보기 어려울 것 같아 제거하지 않았습니다만... decalcification에 성공하여 mouse paw를 완벽하게 H&E하신 분이 있을까요? 있으시다면 protocol공유가 가능할까요?? 부탁드립니다!!  

prep 한 뒤에 30% sucrose에서 dehydration 한 뒤에 wash한다는 생각으로 흐르는 물에 20분 정도 두었는데 생각해보니 이렇게 되면 탈수한 조직에 영향이 있지 않나 라는 생각이 갑자기 들어 꺼냈습니다. 혹시 어떤 영향이 있을까요? 탈수된 조직에 다시 물이 들어갈 수도 있나요?

조직을 prep한 뒤에 2주 정도 30% sucrose에 보관했다가 4%PFA에 하루 두었는데 다시 30% sucrose에 1주일 정도 보관할 수 있을까요? 원래 4% PFA 먼저 하루 둔 뒤에 sucrose에 넣는걸로 알고있긴 한데...

안녕하세요 동결 절편 제작을 하려고 방법을 찾아보던 중에 검토받아보고자 질문 남깁니다.   1. 장기 절단 2. 고정(10% NBF) 24시간 3. 10% sucrose/0.1 M PBS 4도씨 4시간 4. 15% sucrose/0.1 M PBS 4도씨 4시간 5. 20% sucrose/0.1 M PBS 4도씨 하룻밤 6. 동결포리 (드라이아이스) 7. crystat 절편 8. 냉풍건조 실온 1시간 9. 세정 5분간 3회   이러한 과정으로 진행하려고 하는데 궁금한건 20% sucrose 처리 후 세척과정은 따로 필요하지 않은건지 궁금해서 질문 남깁니다.  감사합니다.

rat brain으로 paraffin block을 제작하려고 하는데 처음 해보는거고 물어볼 사람이 없어서 이곳에 질문을 남기게 되었습니다ㅜ 인터넷에 올라온 여러 protocol을 참고해서 진행중인데 탈수과정에서 '70% 에탄올 1시간 ➡️ 80% 에탄올 1시간 ➡️ 95% 에탄올 1시간 30분 ➡️ 100% 에탄올 1시간 30분 ➡️ 100% 에탄올 1시간 30분' 이렇게 하라고 되어있는데 여기까지 하면 퇴근 시간이 되서요... 100% 에탄올에서 overnight 해도 괜찮을까요...? 그리고 다음 과정이 '크실렌 + 100% 에탄올 1대1로 1시간 ➡️ 크실렌 1시간 ➡️ 파라핀+크실렌 1대1로 2시간 ➡️ 파라핀 1시간 ➡️ 파라핀 overnight' 이라고 되어있는데 파라핀 과정을 생략하고 바로 embedding 해도 될까요?? 파라핀을 녹일 곳이 마땅치가 않아서요ㅠㅠ dry oven은 없고 water bath는 있는데 이걸로도 가능할까요?ㅠㅠ

조직 병리 실험 대행 업체를 찾을려고 합니다   혹시 경기도 서울 주변으로 업체를 아시고 계신분 있으실까요?   고수님들의 많은 관심 부탁드립니다.

Skeletal muscle을 H&E 목적으로 prep해서 4% PFA에 24 시간동안 고정할 예정입니다. 이후 70% EtOH에 8시간 정도 보관 후 tissue process를 하려하는데 70%EtOH에 보관 후에 tissue process를 해도 되나요?

skeletal muscle의 development를 비교해보려 하는데 H&E를 하려다가 Trichrome staining이라는 것을 알게되었는데 이 염색방법도 근 섬유의 단면적을 비교할 수 는 있겠더라고요 혹시 H&E가 아니라 Trichrome staining으로 skeletal muscle을 본다면 이유가 있을까요?

mouse에서 특정 cell의 inoculation 여부에 따라 tumor의 생성 정도를 비교하는 실험입니다. 이때, 왜 mouse간의 weight loss가 관찰되지 않는 것이 중요한지 궁금합니다.   *원문: Based on the above findings, we conducted peritoneal dissemination model experiments using OCUM-2MD3 cells to evaluate the role of S-CAFs in the development of peritoneal dissemination in vivo. The peritoneal tumors of OCUM-2MD3-inoculated mice treated with S-CAF-CM for 30 days were significantly larger than tumors from the other two groups, and weight loss was not observed (Figures 5A and S6A).

안녕하세요,   Subarachnoid hemorrhage (SAH)를 rat에게 유발 중입니다.   만든 뒤에 brain을 포르말린 (4% PFA)에 고정하는데요,   brain을 skull에서 분리하여 포르말린 통에 넣으면 뭔가 clot에 붙은 혈액이 미세하게 포르말린에 희석되는 느낌이에요.   그리고 포르말린 통에서 건져낼 때에도 clot이 잘 분리되어서 조심히 다뤄야 하고요.   그래서 쥐 머리 통째로 (brain을 분리하지 않고) 포르말린에 담궈버릴까 생각하고 있는데요,   혹시 괜찮은 방법일까요?

안녕하세요 근감소증 마우스 모델로 실험중인 연구원입니다. 근육조직 고정 후 H&E염색한 사진인데요, 근육 세포(muscle fiber, 근육 섬유)의 diameter을 측정하고자 하는데 근육 세포가 원이 아니고 타원형이나 다각형을 띄고 있으며 사진과 같이 장축과 단축의 차이가 큰데 어떤 것을 diameter라고 하는지요? 근육 실험 관련하여 유경험자분들 알려주시면 감사하겠습니다.

    안녕하세요. 처음으로 마우스 실험을 진행하다보니 궁금한게 있습니다. 마우스 실험 후 부검하여 조직을 확보한 후에 paraffin section을 진행하여 H&E staining 단계를 진행하려고 합니다. 마우스 실험 후 각 tissue를 formaldehyde fixation을 진행하고, 아래의 프로토콜을 이용하여 조직을 준비하였습니다. 현재 70% ethanol에 있는 상태 입니다.  https://med.nyu.edu/research/scientific-cores-shared-resources/sites/default/files/nyu-histocoresample-prep-paraffin.pdf   제가 직접 sectioning을 진행할 수가 없어서 다른 기관에 의뢰를 하려고 하는데, 그쪽 기관에서는 포르말린에 고정되어있는 조직을 보내야한다고 합니다. 70% ethanol을 제거하고 바로 포르말린에 다시 넣어도 괜찮을까요? 아니면 xylene으로 넣어서 보내야할까요?   답변 부탁드립니다.